Sosuga-Pararubulavirus
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LoslegenSynonym: Sosuga-Virus
Englisch: Sosuga virus, Sosuga pararaubulavirus
Definition
Das Sosuga-Pararubulavirus, kurz SOSV, ist ein behülltes, einzelsträngiges RNA-Virus mit negativer Polarität aus der Familie der Paramyxoviridae. Es handelt sich um ein zoonotisches, von Flughunden übertragenes Paramyxovirus, das 2012 erstmals bei einer Wildbiologin mit schwerer akuter Fiebererkrankung nachgewiesen wurde.[1]
Terminologie
Der Name leitet sich von den Reiseländern der Indexpatientin ab: South Sudan (Südsudan) und Uganda.[2]
Taxonomie
- Realm: Riboviria
- Reich: Orthornavirae
- Phylum: Negarnaviricota
- Klasse: Monjiviricetes
- Ordnung: Monoegavirales
- Familie: Paramyxoviridae
- Gattung: Pararubulavirus
- Art: Sosuga-Pararubulavirus
- Gattung: Pararubulavirus
- Familie: Paramyxoviridae
- Ordnung: Monoegavirales
- Klasse: Monjiviricetes
- Phylum: Negarnaviricota
- Reich: Orthornavirae
Morphologie
Sosuga-Pararubulaviren bilden pleomorphe Virionen mit einer Lipidhülle. In die Hülle sind zwei virale Glykoproteine eingelagert: das Hämagglutinin-Neuraminidase-Protein (HN) und das Fusionsprotein (F). Beide Oberflächenproteine sind für den Zelleintritt essenziell – das HN-Protein vermittelt die Bindung an den zellulären Rezeptor, das F-Protein die anschließende Fusion mit der Zellmembran.[3]
Genom
Das Genom besteht aus einer nicht-segmentierten, einzelsträngigen RNA mit negativer Polarität von etwa 15 Kilobasen Länge. Es umfasst sechs Gene (N, V/P, M, F, HN, L), die für sieben Proteine kodieren:
- Nukleokapsidprotein (N)
- V-Protein (V)
- Phosphoprotein (P)
- Matrixprotein (M)
- Fusionsprotein (F)
- Hämagglutinin-Neuraminidase (HN)
- Polymerase (L)
Eine Besonderheit betrifft das HN-Rezeptorbindungsprotein: Ihm fehlt das bei anderen Paramyxoviren konservierte Aminosäuremotiv „NRKSCS", das für die Bindung und Hydrolyse von Sialinsäure verantwortlich ist. SOSV nutzt daher vermutlich einen bislang (2026) unbekannten, Sialinsäure-unabhängigen Mechanismus des Zelleintritts – ähnlich den Henipaviren, die Ephrine als Rezeptor verwenden.[4]
Vorkommen
Als natürliches Reservoir gilt der Nilflughund (Rousettus aegyptiacus). Nach der Erstbeschreibung wurden im ugandischen Distrikt Kibaale über mehrere Jahre Hunderte Fledertiere untersucht. Ausschließlich Nilflughunde erwiesen sich als SOSV-positiv, wobei die nachgewiesenen Sequenzen mit dem Isolat der Patientin identisch waren.[2]
Experimentelle Infektionen zeigten, dass Nilflughunde kompetente Wirte sind: Sie scheiden infektiöses Virus aus, entwickeln dabei aber nur geringgradige infektionsassoziierte Pathologien.[5] 2024 wurde SOSV-RNA erstmals auch bei Nilflughunden im Distrikt Moyamba in Sierra Leone nachgewiesen. Dieser Fund erweitert das bekannte Verbreitungsgebiet erheblich von Ost- nach Westafrika und legt eine Zirkulation in Nilflughund-Populationen über den gesamten subsaharischen Raum nahe.[6]
Übertragung
Die Übertragung auf den Menschen erfolgt als Spillover aus dem Flughund-Reservoir, im dokumentierten Fall durch beruflichen Kontakt beim Fangen und Beproben von Fledertieren. Als mögliche Übertragungswege gelten kontaminierter Kot, Urin und Speichel infizierter Nilflughunde. Im Tiermodell nahmen die Viruslasten in Urin sowie oralen und rektalen Abstrichen mit der Zeit zu.[5]
Eine Mensch-zu-Mensch-Übertragung wurde bislang nicht beobachtet – im Umfeld der Indexpatientin kam es zu keiner Weiterverbreitung.[1]
Nachweis
Zum Nachweis stehen mehrere Verfahren zur Verfügung:
- Real-time-PCR (TaqMan-Assay) mit Zielsequenz im N-Gen, entwickelt nach der Erstbeschreibung
- indirekter ELISA zum Nachweis SOSV-reaktiver IgG-Antikörper unter Verwendung eines infektiösen Virusantigen-Lysats
- metagenomische Hochdurchsatz-Sequenzierung, die zur ursprünglichen Identifikation des Virus führte, nachdem gängige Differenzialdiagnosen ausgeschlossen worden waren
Für den Feldeinsatz in ressourcenlimitierten Regionen werden zusätzlich schnelle, gerätunabhängige Verfahren wie Lateral-Flow-Immunoassays als sinnvolle Ergänzung diskutiert.[3]
Anzucht
SOSV lässt sich in Zellkultur unter anderem in Vero-Zellen und Huh7-Zellen vermehren. 2018 wurde ein Reverse-Genetik-System etabliert, das die Herstellung von rekombinantem Virus (rSOSV) sowie von Reportervarianten mit dem Fluoreszenzprotein ZsGreen1 (rSOSV/ZsG) erlaubt. Dieses System ermöglicht ein rasches Screening antiviraler Substanzen.[7]
Als Tiermodelle wurden neugeborene Mäuse (mit neurologischer Symptomatik nach intrazerebraler Inokulation), Syrische Goldhamster sowie experimentell infizierte Nilflughunde eingesetzt. Hamster und Flughunde zeigten trotz nachweisbarer Virusreplikation in mehreren Geweben keine oder nur geringe klinische Symptome.[8]
Klinik
Bis heute (2026) ist weltweit nur ein einziger humaner Krankheitsfall bekannt – eine zum Zeitpunkt der Infektion 25-jährige Wildbiologin, die nach einer sechswöchigen Feldexpedition im Südsudan und in Uganda erkrankte.
Klinisches Bild
Das Krankheitsbild umfasste:
- Malaise und Kopfschmerz
- generalisierte Myalgie und Arthralgie
- Nackensteifigkeit
- Halsschmerzen
- Fieber (bis zum 9. Krankenhaustag)
- konfluierendes makulopapulöses Exanthem
Der Verlauf war schwer, aber nicht tödlich. Die Patientin konnte am 14. Tag aus der stationären Behandlung entlassen werden und überlebte die Infektion.[1]
Therapie
Es sind bislang (2026) weder zugelassene Virostatika noch ein Impfstoff gegen SOSV verfügbar. Die Behandlung erfolgt symptomatisch. In vitro zeigten mehrere Substanzen antivirale Aktivität, darunter Ribavirin, die Nukleosidanaloga 6-Azauridin und 2′-Desoxy-2′-fluorcytidin, der Inosinmonophosphat-Dehydrogenase-Hemmer Mycophenolsäure sowie Remdesivir und dessen Mutternukleosid GS-441524.[7][9]
Aus dem Blut der genesenen Indexpatientin konnten fünf Jahre nach der Infektion neutralisierende monoklonale Antikörper gegen die HN- und F-Proteine isoliert werden. Sie gelten als potenzielle therapeutische Kandidaten und als Werkzeug für die Impfstoffentwicklung.[10]
Quellen
- ↑ 1,0 1,1 1,2 Albariño CG et al. Novel paramyxovirus associated with severe acute febrile disease, South Sudan and Uganda, 2012. Emerg Infect Dis. 2014;20(2):211-216.
- ↑ 2,0 2,1 Amman BR et al. A recently discovered pathogenic paramyxovirus, Sosuga virus, is present in Rousettus aegyptiacus fruit bats at multiple locations in Uganda. J Wildl Dis. 2015;51(3):774-779.
- ↑ 3,0 3,1 Markarian NM, Abrahamyan L. The latest advancements in Sosuga virus (SOSV) research. Front Microbiol. 2024;15:1486792.
- ↑ Stelfox AJ, Bowden TA. A structure-based rationale for sialic acid independent host-cell entry of Sosuga virus. Proc Natl Acad Sci U S A. 2019;116(43):21514-21520.
- ↑ 5,0 5,1 Amman BR et al. Experimental infection of Egyptian rousette bats (Rousettus aegyptiacus) with Sosuga virus demonstrates potential transmission routes for a bat-borne human pathogenic paramyxovirus. PLoS Negl Trop Dis. 2020;14(3):e0008092.
- ↑ Amman BR et al. Sosuga virus detected in Egyptian rousette bats (Rousettus aegyptiacus) in Sierra Leone. Viruses. 2024;16(4):648.
- ↑ 7,0 7,1 Welch SR et al. Development of a reverse genetics system for Sosuga virus allows rapid screening of antiviral compounds. PLoS Negl Trop Dis. 2018;12(3):e0006326.
- ↑ Welch SR et al. Tissue replication and mucosal swab detection of Sosuga virus in Syrian hamsters in the absence of overt tissue pathology and clinical disease. Antiviral Res. 2023;209:105490.
- ↑ Lo MK et al. Broad-spectrum in vitro antiviral activity of ODBG-P-RVn: an orally-available, lipid-modified monophosphate prodrug of remdesivir parent nucleoside (GS-441524). Microbiol Spectr. 2021;9(3):e01537-21.
- ↑ Parrington HM et al. Potently neutralizing human mAbs against the zoonotic pararubulavirus Sosuga virus. JCI Insight. 2023;8(8):e166811.