Ziehl-Neelsen-Färbung

Das zu untersuchende, fixierte Präparat wird dreimalig mit Fuchsin-Phenollösung (1 g basisches Fuchsin in 10 ml Ethanol 95% lösen und mit 100 ml wässriger Phenollösung (5%) mischen) überschichtet und jeweils bis kurz vor den Siedepunkt erhitzt. Dieses Vorgehen ermöglicht es dem Farbstoff, auch in Bakterien mit lipidhaltigen Zellwänden einzudringen. Danach erfolgt eine langsame Abkühlung und ein Abspülen der Farbstoffreste mit Leitungswasser.

Zur anschliessenden Entfärbung wird eine Ethanol-Lösung verwendet, die 3% Volumenanteil konzentrierte Salzsäure (HCl) enthält. Abschließend erfolgt eine Gegenfärbung mit Methylenblau, um entfärbten Bereichen zu einem besseren Kontrast zu verhelfen.

Die in der Zellhülle von Mykobakterien enthaltenen wachsartigen Mykolsäuren nehmen bei Erhitzung das Phenol-Fuchsin auf. Es lässt sich dann durch HCl-Alkohol nicht mehr herauslösen. Daher werden mit der Ziehl-Neelsen-Färbung anfärbbare Bakterien auch als säurefest bezeichnet.

Säurefeste Bakterien färben sich rot, die Umgebung färbt sich durch die Gegenfärbung blau an. Neben dem Färbeverhalten kann unter dem Lichtmikroskop auch die Morphologie (Stäbchen, Kokken etc.) beurteilt werden.

Andere Färbemethoden zum Nachweis von säurefesten Stäbchen sind die Kinyoun-Färbung (eine Variante der Ziehl-Neelsen-Färbung, die ohne Erhitzen auskommt) und die Auramin-Rhodamin-Färbung.

Statt Methylenblau kann zur Gegenfärbung auch ein grüner Farbstoff verwendet werden.